Las biopelículas iridiscentes de Cellulophaga lytica son plataformas sintonizables para materiales ordenados y escalables

Scientific Reports volumen 13, número de artículo: 13192 (2023) Citar este artículo

774 Accesos

1 altmétrica

Detalles de métricas

La naturaleza ofrece muchos ejemplos de materiales que exhiben propiedades excepcionales debido al ensamblaje jerárquico de sus constituyentes. En sistemas multicelulares bien estudiados, como la mariposa morfo, la visualización del color estructural da una indicación visible de tener características submicrónicas ordenadas. Investigaciones detalladas de los diseños de la naturaleza han arrojado conocimientos mecanicistas y han conducido al desarrollo de materiales biomiméticos a escala de laboratorio. Sin embargo, la fabricación de conjuntos jerárquicos a escala industrial sigue siendo difícil. La biofabricación tiene como objetivo aprovechar la autonomía de los sistemas biológicos para producir materiales a menor costo y con menos emisiones de carbono. Informes anteriores documentaron que algunas bacterias, particularmente aquellas con motilidad deslizante, se autoensamblan en biopelículas con estructuras policristalinas y exhiben colores brillantes e iridiscentes. El estudio actual demuestra el potencial de utilizar una de estas bacterias, Cellulophaga lytica, como plataforma para la biofabricación a gran escala de materiales ordenados. Se informan enfoques específicos para controlar las propiedades ópticas, espaciales y temporales de la biopelícula de C. lytica. Estudios complementarios basados en microscopía revelan que las variaciones de color de las biopelículas se atribuyen a cambios en la morfología inducidos por respuestas celulares al entorno local. También se demuestra la incorporación de biopelículas de C. lytica en materiales, facilitando así su manipulación y procesamiento posterior, como sería necesario durante los procesos de fabricación. Finalmente, este estudio establece la utilidad de C. lytica como tinta fotónica autoimpresa. En resumen, el ensamblaje de superficie autónomo de C. lytica en condiciones ambientales y en múltiples escalas de longitud evita los desafíos que actualmente obstaculizan la producción de materiales ordenados en entornos industriales.

Los entornos fluctuantes y hostiles desafían a los sistemas biológicos a desarrollar estrategias de mitigación para la supervivencia. La jerarquía estructural es una respuesta predominante a tales desafíos y es la base de propiedades y funcionalidades notorias de los materiales1,2. Aunque los investigadores han desarrollado materiales biomiméticos que incorporan los principios de diseño de la naturaleza, la fabricación de materiales jerárquicos a escala industrial sigue siendo difícil3,4,5. La biofabricación tiene el potencial de reducir el consumo de energía y las emisiones de carbono mediante el uso de organismos vivos para producir materiales complejos6,7,8. Un área particular de atención son las tintas bacterianas en las que las células incrustadas permiten la impresión 3D de materiales funcionales9,10. Los investigadores informan de éxitos de laboratorio en el modelado de bacterias para un control adicional mediante el uso de nanoestructuras, campos eléctricos y optogenética11,12,13.

La coloración estructural, una propiedad emergente vinculada a las colonias bacterianas, se deriva de la interacción de la luz con estructuras submicrónicas, jerárquicas y recurrentes. En los organismos multicelulares, el color estructural mejora funciones esenciales que incluyen la captación de luz, el apareamiento, la defensa y la comunicación14,15,16,17. La iridiscencia, o color estructural dependiente del ángulo, a menudo implica combinaciones de pigmentos, iridóforos y estructuras multicapa que están unidas a membranas en eucariotas18,19. Los sistemas procarióticos, incluidos los géneros Cytophaga, Flavobacterium y Cellulophaga, también muestran iridiscencia y varios grupos están estudiando actualmente los mecanismos precisos involucrados20,21,22. La iridiscencia de estas bacterias se define como un color estructural con una intensidad máxima que depende del ángulo. Tenga en cuenta que esto es distinto de la iridiscencia generalmente asociada con mariposas y moluscos, donde la longitud de onda reflejada también depende del ángulo. En condiciones de laboratorio, las cepas de Cellulophaga lytica se autoorganizan en comunidades cooperativas 3D, conocidas como biopelículas, generando iridiscencias de longitudes de onda discretas22,23. La motilidad de deslizamiento coordinada facilita la ordenación de bacterias a corto alcance en áreas grandes24,25,26. En estudios de Kientz et al., varias cepas de C. lytica generaron una iridiscencia similar a una brillantina, incluidos los aislados marinos DSM 2040 y CECT 8139 de acuarios de agua de mar en La Jolla, EE. UU. y la isla Oleron, Francia, respectivamente23. Se demostró que la capacidad de deslizarse y los factores ambientales como la temperatura, la salinidad, etc. influyen en la iridiscencia20,27,28. C. lytica DSM 7489 (también conocido como CIP 103822 y Lim 21T; originalmente aislado del lodo de una playa en Limón, Costa Rica) fue significativamente menos iridiscente y se utilizó como control negativo en sus experimentos20,22,23. De conformidad con nuestro objetivo de desarrollar materiales jerárquicos que sean susceptibles de biofabricación, este estudio caracterizó biopelículas iridiscentes de la cepa comercialmente disponible de C. lytica, DSM 7489 y desarrolló estrategias para controlar las propiedades ópticas y espaciales de las biopelículas. Así, se demostró la utilidad de las biopelículas de C. lytica como plataforma para desarrollar materiales ordenados fabricados de forma sostenible.

Se compararon biopelículas de Cellulophaga lytica 7489 cultivadas durante 24 h en medios BB2/H2O que contenían diversas concentraciones de agar (Fig. 1A, B). Los patrones de color diferían después de 5 días y el agar al 1,0 % sostenía las colonias más brillantes. Los medios de cultivo que contenían más de 1,2% de agar permitieron el crecimiento, aunque la propagación de las colonias fue limitada en comparación con aquellos que contenían 1% de agar o menos. Las biopelículas de agar al 1,5% eran más pequeñas con una intensidad media de píxeles más baja. A menos que se indique específicamente, los datos restantes de este estudio se basaron en biopelículas de placas de agar al 1 % que contenían BB2/H2O. La incubación continua en agar al 1% dio como resultado biopelículas con una coloración en gradiente concéntrica (Fig. 1C). Aunque las dimensiones e intensidades relativas de estas regiones variaron entre las muestras, el orden de coloración en las biopelículas maduras no cambió. Además, los centros de la biopelícula a menudo adquirieron un color naranja dorado, posiblemente debido al pigmento zeaxantina que se sabe que está presente en C. lytica29. Avanzando radialmente hacia afuera, las siguientes bandas de color eran azules, seguidas de un verde brillante y una estrecha banda roja alrededor del perímetro de las biopelículas. La ampliación reveló que los colores son mosaicos donde el color predominante en estos dominios milimétricos determinó el color macroscópico percibido (Fig. 1D). Es importante destacar que los mosaicos muestran el potencial de las biopelículas de C. lytica para reflejar una variedad de colores.

Dadas las condiciones particulares de crecimiento, C. lytica 7489 produce biopelículas intensamente iridiscentes, aunque previamente se informó que carecían de color. (A) Se cultivaron biopelículas representativas de C. lytica 7489 a 27 °C en placas de agar BB2/H2O que contenían 0,8%, 1,0%, 1,2% o 1,5% de agar. Se tomaron imágenes de las biopelículas cada día durante 5 días. La concentración de agar afecta la saturación del color y la expansión de las biopelículas de C. lytica DSM 7489. Barra de escala = 1 mm. (B) Las mediciones de áreas (i) e intensidad media (ii) de biopelículas en A se registraron diariamente utilizando ImageJ. Los datos se presentan como promedios para cada momento y la desviación estándar se muestra como ±error (n = 10 para cada momento). (C) C. lytica 7489 es capaz de generar una gama de colores intensos como se muestra en esta fotografía de una biopelícula adquirida desde un ángulo de visión oblicuo (i) y un esquema que muestra la coloración concéntrica (ii). (D) Imágenes ópticas que muestran que las regiones de la biopelícula que aparecen macroscópicamente verdes (i) y rojas (ii) son mosaicos de colores puntillistas. (barra = 1 mm) (E) Un cubo de datos hiperespectral representativo revela variaciones específicas de la región en la intensidad de la señal en biopelículas maduras. (i) La biopelícula se cultivó en una placa de Petri de 10 cm sobre agar nutritivo que contenía tinta negra. Tenga en cuenta que el detector es normal a la superficie de la biopelícula. Su posición es la razón de la reducción de la intensidad de reflexión en comparación con la biopelícula en (Ci). Las regiones exteriores de la biopelícula generan un pico especialmente agudo centrado cerca de 550 nm, lo que sugiere una reflexión constructiva y coherente a través de la biopelícula. (ii, ubicación 1) Por el contrario, los reflejos en la región central permanecen cerca de la línea de base. (ii, ubicación 2)

Se utilizó un sistema hiperespectral de mesa Resonon para generar cubos de datos que representan respuestas ópticas masivas de biopelículas vivas de C. lytica (Fig. 1E). Se recolectaron espectros que abarcan el rango visible y muestran intensidades aumentadas centradas cerca de 550 nm. El pico agudo sugiere que se producen reflexiones constructivas y coherentes a través de la biopelícula. Por el contrario, las intensidades asociadas con el centro de la biopelícula permanecen cerca de los niveles iniciales. En otros experimentos, utilizando geometría retrodispersada y ángulos de excitación variables, se estableció una dependencia del ángulo de detección (Figura 1 complementaria).

Estudios previos de biopelículas de Flavobacterium revelaron que el espaciado y la morfología celular afectaban las longitudes de onda reflejadas21,30. Para comprender las diferencias de color en las biopelículas de C. lytica 7489, se aplicaron técnicas de microscopía complementarias. La disposición de C. lytica dentro de las biopelículas se visualizó mediante microscopía confocal de biopelículas fijadas teñidas con SYTO9 (Fig. 2A). Las regiones de la biopelícula no asociadas con la iridiscencia contienen células orientadas al azar, aunque también se observaron pequeños grupos de células alineadas. Las estructuras esféricas, también presentes en esta región, aumentaron en número a medida que el plano de imagen se acercaba al sustrato (Figura complementaria 2A). Por el contrario, las células en las regiones iridiscentes estaban muy empaquetadas y ordenadas en capas policristalinas planas, como se confirma en la transformada rápida de Fourier (FFT) de la imagen de la región iridiscente verde (Figura complementaria 2B). El orden persistió a lo largo de decenas de micrones con los límites de los granos indicados por un cambio en las direcciones de las celdas.

Microscopía de células de biopelículas. (A) Imágenes confocales de biopelículas teñidas con SYTO9 que muestran que la organización celular difiere entre regiones no iridiscentes (i) e iridiscentes (ii, iii) (barra = 2,0 µm). (B) Imágenes de sección transversal de microscopía electrónica de transmisión (TEM) de las regiones verde (i) y roja (ii). (barra = 0,5 µm) Recuadro (iii) que muestra pequeñas protuberancias que rodean las paredes celulares (barra = 200 nm). Las medidas de ancho (iv, v) también difieren según la región. (C) Imágenes de altura de microscopía de fuerza atómica (AFM) de regiones no iridiscentes (i), verdes iridiscentes (ii) y rojas iridiscentes (iii) que muestran que distintas morfologías celulares están asociadas con cada región (barra = 1,0 µm). El recuadro (iv) es una imagen de amplitud AFM de la región indicada por la flecha (barra = 0,5 µm). Mediciones de longitud de regiones de biopelículas específicas (v, vi). (D) Biopelículas de 2 días cultivadas en condiciones ambientales en agar BB2/H2O (barras de escala óptica a 1 mm; barras AFM a 3 m). Esquema que muestra la disposición típica de las células en biopelículas iridiscentes (i). Imagen óptica de biopelícula iridiscente. (ii) Imágenes de altura (iii) y amplitud (iv) de AFM de células de biopelícula iridiscente que muestran una morfología típica en forma de varilla. Esquema que muestra la disposición prevista de las células en biopelículas que crecen cuando se agrega penicilina subletal (v). Imagen óptica de una biopelícula que muestra que la penicilina subletal altera la coloración estructural. (vi) Las imágenes de altura (vii) y amplitud (viii) de AFM de las células confirman la conversión a esferas debido al tratamiento con penicilina.

Los eucariotas incorporan componentes que contribuyen a la iridiscencia en tejidos que pueden manipularse durante el estudio. Sin embargo, la iridiscencia de C. lytica se deriva de células independientes y poco asociadas que se separan fácilmente por alteraciones mecánicas, incluida la turbulencia por hidratación excesiva. La reticulación de las células con glutaraldehído conservó la iridiscencia y permitió la eliminación de biopelículas intactas del agar para su caracterización mediante microscopía electrónica de transmisión (TEM). Las micrografías electrónicas transversales de biopelículas fijas de C. lytica 7489 confirmaron la periodicidad en áreas iridiscentes (Fig. 2B). Las células en las regiones verde y roja tenían anchos medios de 310 nm y 428 nm, respectivamente, lo que indica que los cambios en el ancho de las células contribuyeron a las variaciones de color. Además, las imágenes TEM de mayor aumento de las células de la región roja revelaron pequeñas protuberancias que rodeaban las paredes celulares (Fig. 2B-iii). Las imágenes laterales de biopelículas, adquiridas mediante microscopía electrónica de barrido (SEM), muestran que el orden se produce en todo el espesor de las biopelículas, que oscila entre 15 y 60 µm (Figura complementaria 2C).

Dadas las diferencias en el ancho observadas en los datos TEM y la asociación con regiones específicas de la biopelícula, buscamos comparar las morfologías de las células mediante microscopía de fuerza atómica (AFM) (Fig. 2C). Las células de la región no iridiscente eran irregulares, estaban asociadas con protuberancias esféricas y a menudo parecían desinfladas. Por el contrario, las células de las regiones iridiscentes roja y verde mantuvieron morfologías y dimensiones regulares, como se esperaba de bacterias sanas con forma de bastón. A pesar de los repetidos intentos de alterar los agregados, las células de las regiones verdes iridiscentes permanecieron estrechamente asociadas, lo que indica que las propiedades de la superficie celular también variaron según la región (Fig. 2C-ii). En marcado contraste, las células de la región roja a menudo estaban cubiertas por vesículas de membrana (Figs. 2C-iii y iv y Fig. Suplementaria 3). Se sabe que las bacterias gramnegativas, incluida C. lytica, generan vesículas en la membrana externa31,32. Sin embargo, llamó la atención la cobertura total de la superficie por parte de las vesículas. Las imágenes AFM mejor definidas sugirieron que las protuberancias de membrana observadas en las secciones transversales de TEM eran vesículas. Una comparación de las longitudes de las células de las diferentes regiones reveló que las células no iridiscentes son más cortas que las de las regiones verde o roja con valores medios de 1,39 µm, 2,20 µm y 2,42 µm, respectivamente (Fig. 2C-v, vi ). En conjunto, los datos de las imágenes indicaron distintos tamaños y topologías de superficie dependiendo de la ubicación de las células dentro de la biopelícula.

El peptidoglicano en las bacterias Gram negativas es un polímero en forma de jaula que proporciona la estabilidad mecánica de la célula. Situada entre la membrana citoplasmática y la membrana externa, su forma determina la morfología de las bacterias. Se sabe ampliamente que los antibióticos lisozima y betalactámicos alteran el peptidoglicano y provocan la lisis celular. Sin embargo, en dosis subletales, las bacterias Gram negativas, incluida E. coli, sobreviven al tratamiento, pero pasan de bastones a esferas33,34,35. Para determinar si la coloración requiere peptidoglicano intacto, se agregaron 30 µg/ml de penicilina a las placas de agar antes de la inoculación con C. lytica (Fig. 2D). Después de 48 h, las biopelículas tratadas carecían de iridiscencia debido a la conversión de C. lytica en esferas, lo que indica la importancia del peptidoglicano para la iridiscencia. Estos resultados también mostraron que se pueden utilizar reactivos modificadores de forma exógenos para influir en las propiedades ópticas de las biopelículas.

Las biopelículas de Cellulophaga lytica se expandieron radialmente desde el punto de inoculación y mostraron bandas de colores (Fig. 1A). Este patrón probablemente fue una consecuencia de diferencias temporales en las morfologías celulares inducidas por cambios en el entorno local (por ejemplo, disponibilidad de nutrientes, pH, metabolitos, etc.) durante el crecimiento celular. Dado que las biopelículas monocromáticas indicarían morfologías consistentes, razonamos que agregar suficientes células a la vez a toda la superficie del agar expondría todas las células al mismo ambiente simultáneamente y sincronizaría el color reflejado. Esta hipótesis se probó comparando biopelículas iniciadas con un inóculo localizado de 100 µL con aquellas en las que el mismo volumen de inóculo se dispersó sobre el agar utilizando un esparcidor de células. (Fig. 3A) Las fotografías representativas muestran que después de 1 día de crecimiento en condiciones ambientales, las biopelículas inoculadas reflejaban una iridiscencia verde brillante alrededor del centro de la placa, mientras que las biopelículas dispersas eran de color rojo difuso en la superficie de la placa. Después de 2 días de crecimiento, ambas preparaciones produjeron una iridiscencia verde brillante, aunque biopelículas dispersas cubrieron toda la superficie del agar. La iridiscencia en biopelículas dispersas disminuyó considerablemente después de 3 días. Con el tiempo adicional, las biopelículas inoculadas se expandieron hasta cubrir la mayor parte de la superficie del agar (Fig. 3B). Por lo tanto, la dispersión de las células acortó el tiempo hasta la iridiscencia óptima y amplió el área de la placa cubierta con bacterias monocromáticas ordenadas.

Desde Kientz et al. demostró que la salinidad afecta la coloración de las biopelículas CECT 8139, las biopelículas DSM 7489 se probaron de manera similar27 (Fig. 3C). El medio se amplió con un análogo de sal marina Instant Ocean (BB2/ASW) o Lake Products Sea Salt ASTM D1141-98 (BB2/SS). En comparación con las biopelículas dispersas en BB2/H2O, el crecimiento en BB2/ASW y BB2/SS generó colonias casi monocromáticas con desplazamientos al rojo que se correlacionan con la cantidad del análogo de sal marina agregado al medio. Dado que los análogos difieren principalmente en las concentraciones de NaCl, probamos si aumentar la concentración de NaCl es suficiente para generar los colores rojos desplazados mediante el crecimiento de biopelículas en placas BB2/H2O suplementadas con cantidades variables de NaCl (Figura complementaria 4A). Las concentraciones crecientes de NaCl en placas localizadas provocaron cambios de color hacia el rojo, lo que permitió manipular de forma exógena las propiedades de la biopelícula. Las bandas que se muestran en la Fig. 1 reflejan la gama de colores que pueden generar las biopelículas de C. lytica. Aquí mostramos que el rojo, un color temprano en las placas de agar BB2/H2O, se generó al aumentar la salinidad del medio de crecimiento, mientras que el azul se generó al extender el período de crecimiento. En conjunto, llegamos a la conclusión de que el aspecto temporal de la coloración se deriva de las respuestas celulares al entorno local.

Biopelículas monocromáticas. (A) Una comparación de biopelículas inoculadas (i–iii) versus dispersas (iv–vi) a temperatura ambiente. Las biopelículas dispersas alcanzan su punto máximo en color monocromático y llenan la placa a los 2 días (v). (B) Mientras que las biopelículas inoculadas desarrollan una coloración en bandas y requieren mucho más tiempo para cubrir la superficie. (C) Fotos que muestran que la dispersión de células de C. lytica conduce a biopelículas monocromáticas de varios colores, presumiblemente al exponer simultáneamente todas las células a condiciones de crecimiento homogéneas (nutrientes, metabolitos, etc.). Se puede acceder a la gama de colores extendiendo el período de crecimiento (i) o cambiando la salinidad del medio (ii - v) utilizando simulantes de agua de mar. NaCl eficaz en la receta que figura entre paréntesis. Las placas se cultivaron en condiciones ambientales durante el tiempo indicado. (D) Se generó una gran biopelícula verde en 3 días en condiciones ambientales dispersando un inóculo proporcional en la superficie de una bandeja de 41 x 23 cm. (E) La aplicación secuencial y la dispersión de alícuotas de cultivo concentradas 50 veces reducen la formación de biopelículas monocromáticas a 24 horas o menos, lo que sugiere que las células comienzan a organizarse inmediatamente y que la densidad celular será una consideración importante para las aplicaciones de fabricación industrial. Las placas se incubaron a 27 °C entre aplicaciones celulares. Ensayos adicionales que se muestran en la figura complementaria 4E,F.

La dispersión de un inóculo proporcionalmente más grande a través de una superficie de agar de 41 cm × 23 cm generó una biopelícula monocromática que llenaba la superficie después de 3 días de incubación a temperatura ambiente, mientras que un inóculo localizado condujo a un área iridiscente restringida (Fig. 3D, Suplemento 4B). Para reducir aún más el tiempo necesario para generar biopelículas monocromáticas de área grande, probamos si el aumento de células en el inóculo conduce a una iridiscencia más rápida. Específicamente, los cultivos nocturnos se concentraron antes de dispersar las células en el agar. La velocidad con la que apareció la iridiscencia se correlacionó con la concentración del inóculo disperso en la superficie (Figura complementaria 4C). Una estrategia de capas aceleró aún más la formación de iridiscencia donde se aplicaron en serie células concentradas 50 veces a las placas de agar (Fig. 3E, Figs. Suplementarias 4E, 4F, 5, 6). En particular, los reflejos amarillos y rojos vibrantes aparecieron temprano, de acuerdo con la secuencia. de coloración en las biopelículas inoculadas donde el rojo se ve transitoriamente en la periferia de la placa inoculada seguido del verde. A las 24 h, toda la placa reflejaba color verde. En conjunto, estos resultados muestran que las células pueden organizarse rápidamente en estructuras fotónicas y que el número de células es un factor limitante para la formación de biopelículas iridiscentes.

Se probó el crecimiento en sustratos porosos, incluido papel de filtro cualitativo (Whatman, grado 2), membranas de poliéster para grabado en huellas (Sterlitech), tela de algodón y seda sobre agar nutritivo. La retención de medios y la difusión de nutrientes permitieron el crecimiento y la expansión de biopelículas en estos sustratos. Es importante destacar que los patrones de color reflejados eran similares a los de las biopelículas cultivadas directamente en las placas de agar (Fig. 4). De los sustratos probados, se seleccionó el papel de filtro para estudios adicionales debido a la calidad de la biopelícula iridiscente, el bajo costo del sustrato y la flexibilidad. Después del crecimiento, las biopelículas asociadas al papel (PAB) se transfirieron a agar que contenía glutaraldehído para su fijación y preservar la iridiscencia. El papel facilitó el manejo de la biopelícula durante la caracterización y posterior procesamiento. La iridiscencia de los PAB se perdió después del secado, pero se restableció rápidamente con la adición de agua (Fig. 4C). Los PAB toleraron múltiples ciclos de secado y rehidratación con una pérdida mínima de iridiscencia. Las imágenes AFM de las biopelículas de papel fijadas confirmaron la disposición cristalina de las células (Figura complementaria 7B).

El crecimiento ambiental de biopelículas iridiscentes sobre sustratos porosos, incluido el papel, facilita el manejo para la caracterización y el procesamiento posterior. (A) Las biopelículas de C. lytica se cultivaron en condiciones ambientales sobre una variedad de sustratos porosos. (B) El papel de filtro Whatman 2 colocado sobre agar nutritivo es uno de varios sustratos porosos que permiten que C. lytica forme colonias iridiscentes. Al igual que en las placas de agar, las biopelículas vivas asociadas al papel (PAB) son verdes después de 3 días de crecimiento sobre agar BB2/H2O (Ai) y se desplazan al rojo cuando aumenta la salinidad como en BB2/SS (A-ii). (C) Los PAB conservan su iridiscencia después de retirarlos del agar y fijarlos con glutaraldehído (Bi). Secar los PAB fijados con nitrógeno hace que pierdan su iridiscencia (B-ii). Sin embargo, el color estructural se restablece tras la rehidratación (B-iii). (D) Los PAB vivos conservan su capacidad de responder a señales ambientales. Los PAB del agar BB2/H2O se reflejan principalmente en verde hasta que se trasladan a placas BB2/SS donde los reflejos cambian al rojo (Ci y C-ii, respectivamente). De manera similar, los PAB que se originan en placas de agar BB2/SS son rojos pero cambian a verde cuando se colocan en BB2/H2O (C-iv y Cv, respectivamente). En ambos casos, las biopelículas pueden volver a su color original cuando se devuelven a la condición del medio original (C-iii y C-vi). Las biopelículas fijas no muestran este comportamiento dinámico (C-vii y C-viii).

C. lytica se puede utilizar como biotinta iridiscente. (A) Los diseños impresos en 3D que contienen C. lytica se generaron en agar utilizando una configuración Allevi 3 Bioprinter (Ai a A-iv). Como se mostró anteriormente para las biopelículas dispersas, el aumento de la salinidad al rojo desplaza el reflejo de la tinta de C. lytica. (Figura complementaria 9) (B) Imagen SEM del borde de la biopelícula impresa en 3D que muestra células ordenadas de la biopelícula impresa. (C, D) C. lytica traza los bordes de una plantilla de papel (por ejemplo, esquemático en Ci). El círculo rojo en el diseño de la plantilla indica el sitio de inoculación. Las células se comportan como una biotinta autoimpresa para escribir varios patrones en condiciones ambientales. (B) El aumento de la concentración de agar del 1,0% (C-ii) al 1,5% (C-iii) reduce el ancho del trazado como se revela en las mediciones de Keyence (C-iv). Este resultado sugiere que la motilidad de deslizamiento está modulada de una manera que confina las células más cerca de la plantilla en el agar de mayor concentración. (D) Los trazados adicionales muestran que BACTracing se puede utilizar con formas de diferente complejidad, ángulos y conexiones. La concentración de agar se puede utilizar para limitar las trazas cuando la distancia entre las características es pequeña, como es el caso de patrones intrincados como el Símbolo de la Fuerza Aérea (Figura complementaria 6c). (E) Plantilla de un patrón complejo (i) y su contraparte BACTraced (ii) después de la fijación que muestra que se puede conservar el patrón iridiscente.

Los PAB vivos (es decir, sin fijación) conservaron su capacidad de responder a señales ambientales. Por ejemplo, los PAB en placas de agar BB2/H2O reflejaban principalmente en verde hasta que se trasladaron a placas BB2/SS donde la reflexión se desplazó al rojo y viceversa (Fig. 4D). En ambos casos, las biopelículas volvieron a su color original cuando volvieron a la condición del medio original (Figura complementaria 8A). Esta reversión no ocurrió cuando las células se fijaron con glutaraldehído, lo que confirma que la capacidad de las células vivas para detectar y responder era necesaria para los cambios de color. Al igual que con las biopelículas localizadas y dispersas, se pueden administrar reactivos exógenos como la penicilina y la lisozima a la biopelícula a través del sustrato de papel para controlar las propiedades de la biopelícula (Figura complementaria 8B).

Con el objetivo de desarrollar tintas bacterianas ordenadas basadas en C. lytica, se empleó una bioimpresora Allevi 3™ para depositar las células en patrones preprogramados y Google SketchUp para crear archivos de diseño STL que van desde formas hasta letras. Los cultivos impresos mantuvieron los patrones deseados en placas BB2/H2O después de la incubación y el crecimiento a 27 °C (Fig. 5A). Los patrones también se imprimieron en placas de agar BB2/ASW donde el aumento de la salinidad nuevamente hizo que el rojo cambiara el color. (Fig. 9A complementaria) Las imágenes SEM posteriores de las biopelículas reticuladas mostraron que las bacterias estaban muy empaquetadas y ordenadas en las formas impresas (Fig. 5B).

La motilidad de los bacteriodetes es necesaria para generar biopelículas iridiscentes20,30. Las imágenes confocales de este estudio muestran la alineación entre las células que probablemente resulte de un flujo direccional de células en la superficie del agar combinado con interacciones de interfaz. Presumimos que los obstáculos en el camino de las células deslizantes alterarían la dirección del flujo celular y que esta dirección obstructiva podría dar como resultado un tipo de tinta bacteriana "autoimpresa". Para probar esta idea, se colocaron plantillas de papel en placas de agar nutritivo antes de agregar un inóculo adyacente al papel (Fig. 5C, Fig. 9B complementaria). Durante la incubación, las células generaron trazos iridiscentes a lo largo de los bordes de las plantillas mediante un proceso que llamamos rastreo colectivo autónomo bacteriano (también conocido como “BACTracing”). El trazado BACT se produjo tanto en placas de agar al 1 % como en placas de agar al 1,5 %, sin embargo, la mayor concentración de agar dio lugar a trazas más estrechas. La temperatura también afecta la calidad de los patrones generados con BACTracing (Figura complementaria 10). Se imprimieron patrones cada vez más complejos utilizando una pequeña cantidad de sitios de inoculación, lo que sugiere que BACTracing puede ser un enfoque sencillo para la impresión avanzada de material vivo (Fig. 5E).

El autoensamblaje cristalino y el crecimiento robusto de C. lytica en condiciones ambientales, en múltiples escalas de longitud, podrían aprovecharse para sortear los desafíos que actualmente obstaculizan la replicación de materiales ordenados en entornos industriales. Es importante destacar que la manejabilidad genética de los sistemas procarióticos los hace susceptibles de adaptación mediante biología sintética. Dado que la bacteria es la unidad estructural, es posible generar iridiscencia dinámica o reconfigurable controlando el comportamiento y las dimensiones de un solo tipo de célula. Estas ventajas hacen que las bacterias que generan colores estructurales sean candidatas para materiales ópticos a gran escala, asequibles, "verdes" y aptos para el campo, así como plantillas ajustables para materiales ordenados. Identificamos condiciones que hacen que C. lytica DSM 7489 forme biopelículas brillantes, aunque previamente se determinó que esta cepa carece de iridiscencia intensa20,22,23. Los datos de imágenes en el estudio actual indicaron que los cambios en el color reflejados por estas biopelículas se atribuyeron a variaciones en la morfología y que las OMV de C. lytica pueden desempeñar un papel en la selección del color al expandir el ancho celular efectivo (Figura complementaria 11). Schertel et al. determinaron que los cambios de color se derivan de variaciones en las constantes de la red, debido a diferencias en el espaciamiento intercelular o dimensión celular21. Johansen et al. Confirmaron que los transposones mutantes de F. Johnsoniae desarrollaron biopelículas que reflejan diferentes colores debido a las dimensiones celulares alteradas30. Cuantificar el espaciado en las biopelículas es un desafío porque la deshidratación requerida para la microscopía electrónica transversal puede alterar el espaciado natural entre las células y las mediciones ópticas carecen de la resolución para medir el espaciado intercelular. Nuestro enfoque para evaluar las dimensiones de las células unitarias directamente con microscopía unicelular reveló que los componentes de la biopelícula modulan transitoriamente el ancho de las células en respuesta a su entorno local. Es importante destacar que las modificaciones genéticas no son responsables de estos cambios fenotípicos como fue el caso en estudios anteriores. Concluimos que las variaciones de color de la biopelícula se derivan de cambios en la morfología y el ancho de las células.

Hasta donde sabemos, este estudio representa el primer intento de incorporar biopelículas de C. lytica en materiales y destaca cualidades que son ventajosas para la fabricación de materiales biotemplados a escalas industriales. Su autoensamblaje a temperatura ambiente evita técnicas de fabricación complejas y reduce potencialmente los costos de calefacción. La generación rápida de biopelículas de C. lytica más allá de las dimensiones a escala de laboratorio se puede lograr mediante cambios simples en la forma en que se aplican las células al agar. Mientras que mantener la difusión de nutrientes, oxígeno y metabolitos es un desafío importante en los grandes procesos de fermentación, las condiciones de crecimiento de las biopelículas se mantienen fácilmente y los componentes del agar pueden aumentar las propiedades. También mostramos que el cultivo de biopelículas sobre sustratos porosos permite su manipulación durante las transferencias y el procesamiento. En conjunto, estos resultados confirman que se pueden generar biopelículas uniformes en condiciones ambientales, a escala útil y en plazos prácticos. Estas son consideraciones importantes para los materiales de biofabricación basados en C. lytica.

En este estudio también se demuestra la utilidad de C. lytica como tinta bacteriana. La motilidad de deslizamiento de C. lytica permite la bioimpresión de patrones en superficies de agar y plantillas de contorno mediante BACTracing. Dado que las propiedades de las trazas se pueden ajustar según las condiciones de crecimiento, es posible autoimprimir diseños complejos con fidelidad. En principio, estos procesos de bioimpresión se pueden utilizar para generar diseños a gran escala para una variedad de aplicaciones, y los estudios futuros tendrán como objetivo explotar la diversidad química disponible en la superficie celular para el desarrollo de nuevos materiales. Como materiales vivos, las biopelículas diseñadas se pueden utilizar como plataformas de detección que informan visiblemente las condiciones en función del color. Un área de especial interés para el futuro es el desarrollo de partes genéticas para manipular bacterias iridiscentes, incluida C. lytica. Estas herramientas son necesarias para permitir enfoques de biología sintética que ampliarían la funcionalidad de las biopelículas como plataforma versátil.

Todos los experimentos en este artículo se realizaron con Cellulophaga lytica DSM 7489, que se adquirió en el Instituto Leibniz DSMZ-Colección alemana de microorganismos y cultivos celulares GmbH. Se elaboraron reservas de glicerol a partir de las células utilizando BB2/H2O, un medio marino modificado36. Por litro, BB2/H2O contiene caldo marino Difco 2216 (18,7 g), triptona (5,0 g), extracto de levadura (2,5 g), cloruro de sodio (10,0 g) pH 7,8. Tenga en cuenta que esta receta difiere de la receta de agar marino utilizada en los estudios de Kientz en la sustitución de componentes LB por parte del caldo marino. Cuando se indicó específicamente, los medios de cultivo se complementaron con análogos de sal marina disponibles comercialmente, ya sea (30–45 g/L) Instant Ocean (BB2/ASW) o Lake Products Sea Salt ASTM D1141-98 (BB2/SS). Se incluyeron biopelículas cultivadas en medios estándar BB2/H2O como muestras de control en experimentos que examinaron los efectos de la salinidad en el crecimiento y el color. Las formulaciones del caldo marino y los productos lacustres ASTM D1141-98 están disponibles del fabricante, lo que permite estimar el contenido de NaCl en BB2/H2O y BB2/SS en alrededor de 20 g/L y 37 g/L, respectivamente. Debido a que la composición de Instant Ocean es patentada, la composición no está disponible por parte del fabricante. Sin embargo, los investigadores han utilizado métodos analíticos para determinar la composición y, en base a sus resultados, estimamos que la concentración de NaCl en BB2/ASW es de alrededor de 29 g/L37. Los cultivos líquidos se agitaron a 200 rpm y se cultivaron a 27 °C.

Los cultivos nocturnos de C. lytica 7489 se diluyeron con BB2/H2O o se concentraron según fuera necesario mediante centrifugación para lograr una DO600 igual a 1. Las placas de cultivo de 10 cm vertidas contenían medio, entre 0,8% y 1,5% de agar y suplementos (por ejemplo, sales, penicilina, etc.). .) como se especifica en el texto. Las placas en el extremo inferior del rango demostraron ser mejores sustratos para la expansión de biopelículas iridiscentes y se utilizó agar al 1,0% para el crecimiento de rutina. Esta determinación se realizó después de comparar el tamaño y la intensidad de las biopelículas cultivadas en varias concentraciones de agar (Fig. 1). En la mayoría de los casos, se añadió tinta negra al 1% (Higgins Fountain Pen India Black) a la solución de agar para proporcionar contraste y poder observar más fácilmente la iridiscencia natural de la biopelícula. Normalmente, se inocularon placas de agar de 10 cm utilizando 100 µl de cultivo líquido. Para hacer placas "dispersas", se aplicaron entre 100 y 400 µl de cultivo celular en el centro de la placa de cultivo antes de utilizar posteriormente un esparcidor de células para dispersar las células por la superficie del agar. Al realizar una comparación directa entre biopelículas inoculadas y dispersas, se utilizaron 100 µl de cultivo celular. La formación de biopelículas se aceleró concentrando el cultivo durante la noche como se indica y dispersando secuencialmente alícuotas de la suspensión celular concentrada. Estas aplicaciones se repitieron con intervalos de 5 minutos entre aplicaciones para permitir que el medio se absorbiera en el agar. Para cultivar biopelículas en papel, se colocaron muestras de papel de filtro de celulosa cualitativo Whatman Grado 2 esterilizado en autoclave (que contiene poros de ~ 8 µm) sobre placas de cultivo de agar nutritivo antes de la inoculación. Las temperaturas de incubación de las biopelículas oscilaron entre la temperatura ambiente y los 27 °C. Se prepararon de manera similar otros sustratos porosos. A intervalos definidos, se tomaron imágenes de las biopelículas utilizando un microscopio Leica, EZ4 HD. Utilizando el software ImageJ, se analizaron imágenes calibradas para determinar el área de cada biopelícula y su intensidad media de píxeles. Por separado, también se fotografiaron biopelículas utilizando una cámara Canon PowerShot SX40 HS. En la mayoría de los casos, las fotografías se adquirieron después de colocar la placa de cultivo en una placa de montaje de ángulo ajustable aumentado, como se describe en la Figura 12 complementaria.

El agar que rodeaba la biopelícula se cortó con una espátula y se reemplazó con 1 a 2 % de agar fundido suplementado con 0,5 a 2 % de glutaraldehído o 4 % de paraformaldehído. Las biopelículas se almacenaron durante la noche para permitir que el fijador de glutaraldehído se difunda a través de la biopelícula. Las biopelículas de papel se transfirieron a una cucharada de agar al 1-2% que contenía entre 0,5 y 2% de glutaraldehído para su fijación. Estas preparaciones fueron importantes porque facilitaron una mayor caracterización de las biopelículas y preservaron la disposición ordenada de las bacterias.

Se generaron cubos de datos de las respuestas ópticas masivas de biopelículas vivas de C. lytica utilizando un sistema hiperespectral de mesa Resonon. La cámara PikaXC2 es un generador de imágenes de barrido lineal donde cada cuadro es una sola línea de datos y se produce una imagen bidimensional completa traduciendo linealmente la muestra debajo de la cámara y apilando los datos línea por línea. En la configuración utilizada para estos experimentos, la cámara PikaXC2 estaba anclada en una posición fija, perpendicular a la muestra. Antes de adquirir datos, la cámara se calibró para eliminar el ruido oscuro de los datos. También se realizó una calibración del blanco para tener en cuenta la iluminación y la respuesta de la cámara. Utilizando círculos concéntricos, se ajustaron la velocidad del escenario y la velocidad de fotogramas hasta que se sincronizaron y produjeron una imagen libre de distorsión. Los cubos de datos se recogieron en modo de reflectancia a 27 Hz. Los datos se analizaron utilizando Spectronon, un paquete de software de análisis y visualización de datos hiperespectrales.

Para examinar poblaciones discretas de la biopelícula, se utilizaron asas de inoculación estériles para recolectar células de una región específica de la biopelícula. Posteriormente, las células se dispersaron en medios que contenían glutaraldehído al 0,25%. Después de incubar la muestra en un balancín durante 10 minutos, las células fijadas se sedimentaron mediante centrifugación y se lavaron. Una centrifugación posterior permitió recoger las células y concentrarlas en un volumen menor. Después de aplicar 5 µl de la suspensión fijada con glutaraldehído a la mica recién escindida y dejarla secar, la muestra se pudo cargar en el microscopio para obtener imágenes AFM. Este enfoque fue especialmente importante para evaluar la morfología de las células que forman el fino borde rojo. El método de "recogida" también se empleó para transferir células de la biopelícula a mica o mica recubierta de gelatina. Básicamente, el sustrato (portaobjetos de vidrio, mica simple, mica recubierta de gelatina) se invirtió sobre la biopelícula para garantizar un buen contacto y se eliminó. Las regiones iridiscentes y no iridiscentes se marcaron con un rotulador en la parte posterior de los sustratos. Después de levantar el sustrato, se agregaron a la muestra 200 µl de glutaraldehído al 0,25% durante 20 minutos. Las células ligeramente adheridas se eliminaron lavando vigorosamente la muestra en una corriente de agua. Después del secado, queda una capa de células fijas para obtener imágenes en aire o líquido. Cuando se utilizaron, los sustratos recubiertos de gelatina se prepararon como lo describieron previamente Doktycz et al.38.

Para prepararse para las imágenes de AFM, se retiraron los PAB de la placa de agar y se secaron. Los bordes del papel se cargaron durante el secado para evitar que se curvaran. El secado se logró durante la noche en condiciones ambientales o se aceleró con una corriente de nitrógeno seco. Se tomaron imágenes de las muestras secas directamente en el aire. El AFM se realizó utilizando un Bruker Icon en modo de golpeteo o un AFM Keysight 9500 en modo acústico en condiciones ambientales. Para obtener imágenes en el aire se utilizaron voladizos de silicio (nanosensores PPP-NCHR) que tenían constantes de resorte nominales y frecuencias de resonancia de ~ 42 N/m y 330 kHz, respectivamente. Alternativamente, la obtención de imágenes de líquidos se realizó utilizando un AFM Keysight 9500 en modo TopMac® con voladizos MacLever tipo II que tenían una constante de resorte nominal de 2,8 N/m y una frecuencia de resonancia de ~ 30 kHz en agua. Las velocidades de escaneo oscilaron entre 0,5 y 2,0 Hz con 512 puntos de datos por línea.

Después de la fijación, regiones discretas de las biopelículas se transfirieron a un baño de agua a 90 °C con agitación suave. Aunque el agua caliente hace que el agar se desintegre, la biopelícula fija mantiene su integridad y flota libremente en el agua en forma de escamas. Una vez separadas, las biopelículas son estables en el agua y conservan la iridiscencia distintiva (Figura complementaria 8). Se colocaron películas de C. lytica fijadas con glutaraldehído sobre agarosa polimerizada de bajo punto de fusión (2%) antes de cubrir con agarosa fundida. La fijación continuó en tetróxido de osmio durante la noche. La fijación en tetróxido de osmio siguió un protocolo de fijación de 2 h y luego tres lavados de 15 min en tampón Hepes. Luego del lavado, deshidratación en una serie de alcoholes durante 15 min cada uno (10%, 20%, 30%, 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, 90% y tres cambios de etanol 100%). Se utilizó resina Epon para incrustar las muestras. Primero, las muestras se colocan en resina en una proporción de 1:3 (una parte de resina por 3 partes de etanol 100 % durante 2 h. Luego, 1:2 durante 2 h y luego 1:1 durante la noche. A la mañana siguiente, se realiza un nuevo cambio a resina 100 % para una hora y luego usando resina fresca incrustada en moldes planos de silicona. Estas muestras se colocan en un horno a 60 ° C durante la noche para polimerizar. Usando un ultramicrotomo con un cuchillo de diamante DiaTome de 35 °, se recogieron secciones de 70 nm de espesor en rejillas de malla de Cu. Después del secado, las rejillas se tiñeron con vapor usando RuO4. Las imágenes TEM se realizaron a 200 kV usando un FEI CM200. Se usó ImageJ para medir y comparar los anchos de las células verdes y rojas de las secciones transversales TEM.

Las biopelículas fijadas con paraformaldehído se separaron del agar y se sumergieron en una solución de SYTO9, un tinte de ADN permeable a la membrana, durante 20 minutos. SYTO9. Después de recolectar las biopelículas en portaobjetos de vidrio, se tomaron imágenes de ellas utilizando un microscopio confocal vertical Zeiss LSM 700 equipado con un objetivo de 63 aumentos.

Se utilizó una bioimpresora Allevi 3 para dispensar células de C. lytica en placas de agar nutritivo con tinta negra. Se utilizó Google SketchUp para crear archivos STL de los diseños que luego se cargaron en el software Allevi 3 Bioprinter basado en la web. El compresor de aire se encendió para permitir que la presión aumentara a alrededor de 125 PSI. El cultivo líquido se cargó en una jeringa de 5 ml, se insertó en una de las extrusoras y se fijó en su posición. Los otros dos extrusores se separaron y se colocaron a un lado. A continuación, se realizó la autocalibración antes de colocar una placa de agar en la mesa de construcción y la extrusora se calibre manualmente al origen X, Y, Z correcto. Los parámetros de impresión, como la velocidad y la presión de impresión, se ajustaron para dispensar un flujo constante de cultivo con una acumulación mínima en la superficie del agar. Se determinó que la velocidad de impresión óptima era de 2 mm/s con una presión de 3,5 PSI. Después de la impresión, la jeringa y la aguja se empaparon en etanol al 70% para esterilizarlas para futuros trabajos de impresión. Las placas resultantes se incubaron a 27 °C y se observaron cada 24 h para detectar crecimiento bacteriano.

Las plantillas de papel se cortaron a partir de papel de filtro de celulosa cualitativo Whatman Grado 2 utilizando una máquina de corte Cricut Explore One. Los diseños se crearon en el software proporcionado. Los cortes se realizaron utilizando una cuchilla de repuesto estándar sobre un tapete liviano o estándar. Para comparar el rendimiento de C. lytica en placas de agar BB2/H2O al 1,0 y 1,5 %, se colocaron plantillas esterilizadas en autoclave sobre el agar antes de inocularlas en ubicaciones seleccionadas con 3 µl de cultivo celular durante la noche. Las células se incubaron y fotografiaron a intervalos definidos. Las imágenes y mediciones de la Fig. 5 se adquirieron después de 4 días de crecimiento a temperatura ambiente.

Después de retirar las plantillas de papel, se cortaron del agar cuadrados de biotrazado y se transfirieron a una oblea de silicio (sin fijación). Después de colocar la muestra en el microscopio confocal de escaneo láser 3D Keyence (serie Profile Measurement VK-X200), se usó un objetivo de 5 aumentos para recolectar imágenes de 3 regiones no superpuestas de cada lado del cuadrado, excluyendo el lado que contiene el sitio de inoculación. . Cada campo de visión se subdividió en aproximadamente tres regiones iguales. Se realizó una medición de la sección transversal en cada región de la imagen combinada óptica/láser, arrojando un total de 27 mediciones por cuadrado. Para el procesamiento de imágenes se utilizó el módulo de análisis Multifile proporcionado con el sistema Keyence.

Los conjuntos de datos utilizados y/o analizados durante el presente estudio están disponibles del autor correspondiente previa solicitud razonable.

Sun, JY, Bhushan, B. & Tong, J. Coloración estructural en la naturaleza. RSC Avanzado. 3, 14862–14889. https://doi.org/10.1039/c3ra41096j (2013).

Artículo ADS CAS Google Scholar

Tadepalli, S., Slocik, JM, Gupta, MK, Naik, RR & Singamaneni, S. Bioóptica y materiales ópticos bioinspirados. Química. Rdo. 117, 12705–12763. https://doi.org/10.1021/acs.chemrev.7b00153 (2017).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Zhang, W. y col. Efectos mariposa: novedosos materiales funcionales inspirados en las escamas de las alas. Física. Química. Química. Física. 16, 19767–19780. https://doi.org/10.1039/c4cp01513d (2014).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Zhou, H. y col. Materiales fotónicos bioinspirados: prototipos y diseños de efectos estructurales para aplicaciones en manipulación de energía solar. Adv. Función. Madre. https://doi.org/10.1002/adfm.201705309 (2018).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Chung, K. y col. Reflectores de color estructurales flexibles, independientes del ángulo, inspirados en las alas de la mariposa morfo. Adv. Madre. 24, 2375–2379. https://doi.org/10.1002/adma.201200521 (2012).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Groll, J. y col. Biofabricación: reevaluación de la definición de un campo en evolución. Biofabricación https://doi.org/10.1088/1758-5090/8/1/013001 (2016).

Artículo PubMed Google Scholar

Mironov, V. y otros. Biofabricación: un paradigma de fabricación del siglo XXI. Biofabricación https://doi.org/10.1088/1758-5082/1/2/022001 (2009).

Artículo PubMed Google Scholar

Ullah, MW y cols. Microbios como plantillas estructurales en biofabricación: estudio de la química de superficies y sus aplicaciones. Sostenimiento ACS. Química. Ing. 5, 11163–11175. https://doi.org/10.1021/acssuschemeng.7b02765 (2017).

Artículo CAS Google Scholar

Lehner, BAE, Schmieden, DT y Meyer, AS Un enfoque sencillo para la impresión bacteriana 3D. Sintetizador ACS. Biol. 6, 1124-1130. https://doi.org/10.1021/acssynbio.6b00395 (2017).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Balasubramanian, S., Aubin-Tam, ME & Meyer, AS Impresión 3D para la fabricación de materiales vivos funcionales basados en biopelículas. Sintetizador ACS. Biol. 8, 1564-1567. https://doi.org/10.1021/acssynbio.9b00192 (2019).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Hochbaum, AI y Aizenberg, J. Patrón de bacterias espontáneamente en matrices periódicas de nanoestructuras. Nano Lett. 10, 3717–3721. https://doi.org/10.1021/nl102290k (2010).

Artículo ADS CAS PubMed Google Scholar

Moser, F., Tham, E., González, LM, Lu, TK y Voigt, CA Patrones de alta resolución controlados por luz de bacterias vivas diseñadas en textiles, cerámica y plástico. Adv. Función. Madre. https://doi.org/10.1002/adfm.201901788 (2019).

Artículo de Google Scholar

Samantaray, K., Mishra, SR, Purohit, G. y Mohanty, PS Ensamblaje de tétradas bacterianas mediado por campos eléctricos de CA. ACS Omega 5, 5881–5887. https://doi.org/10.1021/acsomega.9b04124 (2020).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

López-García, M. et al. Color estructural dinámico inducido por la luz mediante cristales fotónicos 3D intracelulares en algas pardas. Ciencia. Adv. https://doi.org/10.1126/sciadv.aan8917 (2018).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Vignolini, S. y col. Color estructural puntillista en Pollia. Proc. Nacional. Acad. Saber Estados Unidos 109, 15712–15715. https://doi.org/10.1073/pnas.1210105109 (2012).

Artículo ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Doucet, SM & Meadows, MG Iridiscencia: una perspectiva funcional. JR Soc. Interfaz 6, S115–S132. https://doi.org/10.1098/rsif.2008.0395.focus (2009).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Krishna, A. y otros. Propiedades ópticas y térmicas infrarrojas de microestructuras en alas de mariposa. Proc. Nacional. Acad. Ciencia. Estados Unidos 117, 1566-1572. https://doi.org/10.1073/pnas.1906356117 (2020).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Berthier, S., Charron, E. & Boulenguez, J. Estructura morfológica y propiedades ópticas de las alas de Morphidae. Ciencia de insectos. 13, 145-158. https://doi.org/10.1111/j.1744-7917.2006.00077.x (2006).

Artículo de Google Scholar

Giraldo, MA, Parra, JL y Stavenga, DG Coloración iridiscente del colibrí de Anna macho (Calypte anna) causada por bárbulas multicapa. J.Comp. Fisiol. Un neuroetol. Sens. Comportamiento neuronal. Fisiol. 204, 965–975. https://doi.org/10.1007/s00359-018-1295-8 (2018).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kientz, B. y col. Iridiscencia similar a un brillo dentro de los bacteroidetes, especialmente Cellulophaga spp.: Propiedades ópticas y correlación con la motilidad de deslizamiento. MÁS UNO https://doi.org/10.1371/journal.pone.0052900 (2012).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Schertel, L. y col. La respuesta fotónica compleja revela la autoorganización tridimensional de colonias bacterianas coloreadas estructurales. JR Soc. Interfaz 17, 20200196. https://doi.org/10.1098/rsif.2020.0196 (2020).

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kientz, B. y col. Una autoorganización única de subcomunidades bacterianas crea iridiscencia en las biopelículas de las colonias de Cellulophaga lytica. Ciencia. Representante https://doi.org/10.1038/srep19906 (2016).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Kientz, B., Vukusic, P., Luke, S. y Rosenfeld, E. Iridiscencia de una bacteria marina y clasificación de colores estructurales procarióticos. Aplica. Reinar. Microbiol. 78, 2092–2099. https://doi.org/10.1128/aem.07339-11 (2012).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wartel, M. y col. Una clase versátil de motores direccionales de superficie celular da lugar a la motilidad de deslizamiento y la esporulación en Myxococcus xanthus. PLoS. Biol. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1001728 (2013).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Nan, B. Motilidad de deslizamiento bacteriano: implementación de un modelo de consenso. actual. Biol. 27, R154–R156. https://doi.org/10.1016/j.cub.2016.12.035 (2017).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

McBride, MJ Motilidad de deslizamiento de Cytophaga-flavobacterium. J. Mol. Microbiol. Biotecnología. 7, 63–71. https://doi.org/10.1159/000077870 (2004).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Kientz, B., Marie, P. y Rosenfeld, E. Efecto de los factores abióticos sobre la iridiscencia única similar a un brillo de Cellulophaga lytica. Microbiol FEMS. Letón. 333, 101–108. https://doi.org/10.1111/j.1574-6968.2012.02614.x (2012).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Sato, K. y col. Difusión de colonias de la bacteria deslizante Flavobacterium johnsoniae en ausencia de la adhesina de motilidad SprB. Ciencia. Rep. 11, 16. https://doi.org/10.1038/s41598-020-79762-5 (2021).

Artículo CAS Google Scholar

Silva, TR et al. Pigmentos en una bacteria iridiscente, Cellulophaga fucicola, aislada de la Antártida. Antonie Van Leeuwenhoek 112, 479–490. https://doi.org/10.1007/s10482-018-1179-5 (2019).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Johansen, VE y cols. Manipulación genética del color estructural en colonias bacterianas. Proc. Nacional. Acad. Ciencia. Estados Unidos 115, 2652–2657. https://doi.org/10.1073/pnas.1716214115 (2018).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Freckelton, ML, Nedved, BT y Hadfield, MG Inducción del asentamiento de larvas de invertebrados; ¿Diferentes bacterias, distintos mecanismos?. Ciencia. Representante https://doi.org/10.1038/srep42557 (2017).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Schwechheimer, C., Sullivan, CJ y Kuehn, MJ Control de la envoltura de la producción de vesículas de la membrana externa en bacterias gramnegativas. Bioquímica 52, 3031–3040. https://doi.org/10.1021/bi400164t (2013).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Spratt, BG Distintas proteínas de unión a penicilina implicadas en la división, el alargamiento y la forma de Escherichia coli-K12. Proc. Nacional. Acad. Ciencia. Estados Unidos 72, 2999–3003. https://doi.org/10.1073/pnas.72.8.2999 (1975).

Artículo ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Spratt, BG & Pardee, AB Proteínas de unión a penicilina y forma celular en Escherichia coli. Naturaleza 254, 516–517. https://doi.org/10.1038/254516a0 (1975).

Artículo ADS CAS PubMed Google Scholar

Popham, DL y Young, KD Papel de las proteínas fijadoras de penicilina en la morfogénesis de las células bacterianas. actual. Opinión. Microbiol. 6, 594–599. https://doi.org/10.1016/j.mib.2003.10.002 (2003).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Bird, LJ y cols. Desarrollo de un sistema genético para Marinobacter atlanticus CP1 (sp. nov.), una cepa productora de ésteres de cera aislada de un biocátodo autótrofo. Frente. Microbiol. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.03176 (2018).

Artículo PubMed PubMed Central Google Scholar

Holder, EL, Conmy, RN y Venosa, AD Pruebas comparativas a escala de laboratorio de la eficacia de los dispersantes de 23 petróleos crudos utilizando cuatro protocolos de prueba diferentes. J. Medio Ambiente. Prot. 6, 628 (2015).

Artículo CAS Google Scholar

Doktycz, MJ y cols. Imágenes AFM de bacterias en medios líquidos inmovilizadas sobre superficies de mica recubiertas de gelatina. Ultramicroscopía 97, 209–216. https://doi.org/10.1016/s0304-3991(03)00045-7 (2003).

Artículo CAS PubMed Google Scholar

Descargar referencias

Los autores agradecen el apoyo financiero brindado a este proyecto por la Dirección de Fabricación y Materiales de AFRL y su equipo de Investigación de Procesamiento y Biomateriales. También reconocemos el apoyo financiero proporcionado por el programa de becas de verano para profesores de AFRL.

Dirección de Materiales y Fabricación, Laboratorio de Investigación de la Fuerza Aérea, Base de la Fuerza Aérea Wright Patterson, OH, 45433, EE. UU.

Claretta J. Sullivan, Kennedy Brown, Chia-Suei Hung, Joseph Kuo-Hsiang Tang, Mark DeSimone, Vincent Chen, Pamela F. Lloyd, Maneesh Gupta, Abby Juhl, Wendy Crookes-Goodson, Milana Vasudev, Patrick B. Dennis y Nancy Kelley-Loughnane

Departamento de Bioingeniería, Universidad de Massachusetts Dartmouth, Dartmouth, MA, 02747, EE. UU.

Mark DeSimone y Milana Vasudev

También puedes buscar este autor en PubMed Google Scholar.

CJS, MG, WCG, NKL, MV, PD: concepción y diseño del estudio. CJS, KB, CH, JKT, MD, VC, PL, MV: recopilación de datos. CJS, KB, CH, JKT, MD, VC, PL, MV, MG, PD, AJ, WCG, NKL: análisis e interpretación de resultados. CJS, KB, PD preparación del borrador del manuscrito. CJS, KB, CH, JKT, MD, VC, PL, MG, AJ, WCG, MV, PD, NKL: manuscrito revisado.

Correspondencia a Claretta J. Sullivan.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Vídeo complementario 1.

Vídeo complementario 2.

Vídeo complementario 3.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Sullivan, CJ, Brown, K., Hung, CS. et al. Las biopelículas iridiscentes de Cellulophaga lytica son plataformas sintonizables para materiales ordenados y escalables. Representante científico 13, 13192 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-38797-0

Descargar cita

Recibido: 02 de diciembre de 2022

Aceptado: 14 de julio de 2023

Publicado: 14 de agosto de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-38797-0

Cualquier persona con la que comparta el siguiente enlace podrá leer este contenido:

Lo sentimos, actualmente no hay un enlace para compartir disponible para este artículo.

Proporcionado por la iniciativa de intercambio de contenidos Springer Nature SharedIt

Al enviar un comentario, acepta cumplir con nuestros Términos y pautas de la comunidad. Si encuentra algo abusivo o que no cumple con nuestros términos o pautas, márquelo como inapropiado.

Blog